Факультет

Студентам

Посетителям

Особенности препарирования червей

Изучение микроскопического строения покровов животных, имеющих мягкую кутикулу, не представляет трудностей.

Исследование строения покровов беспозвоночных с твердой кутикулой очень затруднительно. Диафанол в этом случае употреблять нельзя, так как он разрушает структуру кутикулы. Совершенно недопустимо и обезвоживание объектов после фиксации с помощью абсолютного спирта и в его смеси с ксилолом. Кутикула в этом случае всегда крошится под ножом микротома.

Лучше всего обезвоживать объект в метилбензоате. Процесс обезвоживания протекает очень медленно, не меньше недели даже в случае небольших размеров объекта. После метилбензоата в парафине при температуре 56° объекты должны находиться ,не менее 5—6 час. Желательно также, чтобы у исследуемых объектов были удалены голова, конечности и хвостовая часть тела. Продольные тотальные срезы через все тело животных с твердой кутикулой удается сделать только в случае очень маленьких объектов. Более крупных животных необходимо предварительно разрезать на части. Не рекомендуется для исследования кутикулы вырезать участок покровов, так как кутикула в этом случае крошится под ножом. Срезы лучше всего удаются, если кутикула не нарушена и все внутренние органы сохранены.

При изготовлении гистологических препаратов из целых беспозвоночных большой помехой может оказаться содержимое кишечника. Дождевых червей, обитающих в толще почвенного слоя, перед фиксацией следует на 2 суток поместить в чашку Петри на влажную ткань или фильтровальную бумагу. За это время кишечник освобождается от песчинок и червь может быть зафиксирован целиком или отдельными частями. С неопорожненными кишечниками можно фиксировать только некоторых поверхностно живущих червей, как, например, Eisenia foetida, Dendrobaena octaedra, Eiseniella tetraedra, в кишечниках которых, как правило, нет песчинок.

У многих личинок насекомых-ксилофагов в период их активного питания кишечник заполнен крупными частичками древесины, что очень мешает изучению микроскопического строения их тела, и, в частности, кишечного тракта. В этом случае приходится отпрепаровывать кишечник, разрезать его на части и удалять пищевую массу. Кусочки тела без кишечника и отдельные части кишечника можно затем фиксировать любой предложенной фиксирующей смесью.

Для выявления различных включений в цитоплазме предложен ряд гистохимических методов.

Одним из важнейших клеточных включений у беспозвоночных является гликоген. Выявление гликогена производится на парафиновых срезах. Оно основано на применении реактива Шиффа с предварительной обработкой препаратов йодной кислотой или периодатом калия (Шабадаш, 1947). Обработка препаратов реактивом Шиффа производится следующим образом. Препараты, освобожденные от парафина и доведенные до дистиллированной воды, помещают на 15 мин. в 0.01 М раствор периодата калия (0,115 г КIO4+50 мл бидистиллированной воды). Затем их споласкивают в трех порциях дистиллированной воды н помещают на 20 мин. в реактив Шиффа. Реактив Шиффа готовят следующим образом: 1 г основного фуксина растворяют в 200 мл кипящей воды, охлаждают до 50° и прибавляют 20 мл 1н соляной кислоты, затем охлаждают смесь до 25 и добавляют 1 г сухого бисульфата натрия. Полученный реактив сливают в темную стеклянную посуду с притертой пробкой и хранят в темноте (через несколько часов жидкость обесцвечивается). После окраски в реактиве Шиффа препараты промывают в трех сменах сернистой воды (200 мл дистиллированной воды, 10 мл 10%-ного раствора бисульфата натрия и 10 мл одионормальной соляной кислоты) Затем препараты промывают водой и докрашивают кислым гемалауном по Майеру. В результате такой обработки гликоген окрашивается в ярко-малиновый цвет.

Для выявления жира в клетках особенно удобно применять раствор краски Судана III. 1 г Судана III растворяют в 100 мл абсолютного спирта, полученный раствор кипятят и профильтровывают. Охлажденный раствор готов к употреблению. Для выявления жира кусочки органов или тканей животных помещают на 3—4 часа в 10— 12%-ный формалин, затем промывают водой и делают срезы на замораживающем микротоме. Этот способ можно упростить при работе с такими тканями, как жировая у членистоногих или хлорагогенная у дождевых червей. В этом случае небольшой кусочек этой ткани кладут на предметное стекло, а другим предметным стеклом, слегка нажимая на кусочек ткани, делают мазок. В таком мазке сохраняются отдельные клетки и группы клеток. Стекло с мазком помещают в 15%-ный формалин на 5 мин., ополаскивают водой и погружают в раствор судана III. После окраски препарат переносят в дистиллированную воду и заключают в глицерин. Жир окрашивается в черно-синий цвет (Семенова, 1967, 1972).

Для выявления мочевой кислоты в клетках применяется метод Кумона — Андре, видоизмененный Голландом (Глик, 1950). Материал фиксируют смесью, содержащей азотнокислое серебро и нейтральный формалин. Непосредственно перед употреблением смешивают равные объемы 1%-ного раствора AgNO3 и 4%-ного формалина (нейтрализованного углекислым кальцием). Исследуемый орган или кусочек ткани фиксируют 12— 24 часа в этой смеси в темноте. Затем материал промывают в нескольких порциях дистиллированной воды в течение 24 час. Обезвоживание и заливка в парафин проводится обычным способом. Срезы впоследствии можно докрасить гемалауном в течение 10 мин., после чего промыть в проточной воде в течение часа. В результате такой обработки ядра окрашиваются в ярко-синий цвет, плазма — в серовато-голубой, ураты приобретают черную окраску.

Если вы нашли ошибку, пожалуйста, выделите фрагмент текста и нажмите Ctrl+Enter.



Сообщить об опечатке

Текст, который будет отправлен нашим редакторам: